Electrospinning/Electrospray
전 기 영 동 (Electrophoresis)
전 기 영 동 (Electrophoresis)
1. 개 요
전기영동(electrophoresis)은 전기장의 영향을 받아 하전된 물질들이 유동성 매체내에서 이동하는 것을 말한다. 하전된 성분들로는 단백질과 같은 분자나 세포 또는 하전된 입자들이 있다. 하지만 여기서 다루는 것은 하전된 분자(이온들)에 한정하기로 한다. 유동성 매체로 액체 또는 기체가 사용되지만 생물학적 시스템에 있어서는 액체를 주로 이용한다. 전기영동에서 다루는 것은 전기화학적 기법에서의 전극의 반응이나 이온 교환에서의 반대로 하전된 이온들의 상호 작용이 아니라 전기장의 영향에 의한 분자의 이동도(mobility)이다. 전기장 내에서 하전된 분자(입자)의 속도는 저지력(retarding force)들의 결합과 가속력(전기장)에 의해 조절된다. 따라서 하전된 분자는 중력의 영향에 의해 어떤 입자(particle)가 낙하되는 것과 유사한 방법으로 최종속도에 도달하여 유지될 것이다. 분자에 미치는 힘 F는 F=QE에 의해 주어지는데, 여기서 Q는 분자의 전하량이고 E는 전기장(전극 양단의 전위차를 거리로 나눈 값)이다. 주 저지력 Fs는 마찰에 의한 것이고 Stoke's equation에 의해 아래와 같이 정량화될 수 있다.
Fs = 6πγηυ
여기서 γ은 분자(입자)반경이고, η은 액체의 점성, υ는 분자 속도이다. 그 외 다른 부 저지력은 용액 내의 다른 이온(반대 이온과 완충 이온)들에 의해 나타난다. 분석하고자 하는 하전된 분자의 주위에 이동도가 서로 다른 이온들이 분포하기 때문에 일그러짐(distortion)이 나타난다. 이러한 일그러짐 현상을 무시한다면, 가속력과 저지력이 같아질 때 하전된 분자는 최종 속도에 도달하게 된다.
F = Fs 또는 QE = 6πγηυ υ = QE / 6πγη
전하 또는 크기가 다른 분자들은 서로 다른 속도로 이동하며 이것이 전기영동 분리의 기본이 된다. 만일 하전된 분자들과 지지 물질 사이에 상호작용이 있다면 상황은 더욱 복잡해지게 된다. 지지 물질은 대류 현상과 같은 다른 효과들을 감소시키기 위해 사용되는데, 이들이 불연속적인 띠를 형성하여 구성 성분들의 이동을 방해할 수도 있다. 이러한 효과들은 전기영동의 기법들에 설명되어 있다.
2. 전하에 미치는 pH의 영향
단백질과 같은 분자의 표면 전하에 미치는 pH의 영향은 이온화가 가능한 기(group)들의 수와 유형에
따라 좌우된다. 이러한 산성 또는 염기성기들의 효과는 단백질이 고유pH(등전점 pI)에서 순 영전하(net
zero positive charge)로 된다. 등전점보다 낮은 pH에서 단백질은 순 양전하를 나타내며 pH가 감소할
수록 순 양전하는 증가하고, 전기영동에서 단백질의 이동이 증가된다. 등전점보다 높은 pH에서는 단백
질은 순 음전하를 가지게 되며 pH를 높임에 따라 이동도도 증가할 것이다. 그러나 이 경우 방향은 반대
가 된다. 분자 전하에 대한 pH의 효과는 이온 교환에서와 같이 전기영동에 있어서도 중요하다. 이와 같
은 현상은 산과 염기들에서도 나타나는데, 차이점은 pH의 변화에 따라 전하의 극성은 변하지 않고 단지
전하의 크기만 변한다는 점이다. 예를 들면, pI보다 상당히 낮은 pH(적어도 pH 단위로 2이하)에서 산
은 본질적으로 이온화 형태로 존재하므로 전기영동에 기여하지 못하게 된다. 아울러 실제에 있어서는
전기영동적 이동도와 전하 사이의 상호 관계는 더욱 복잡하게 나타난다. 하지만 pI의 개념은 효과적으
로 이용할 수 있다.
3. 전기영동의 기법
전기영동은 매우 광범위한 분석(analytical)과 조제(preparative)기법의 기초를 제공한다. 이들 중 대
부분의 경우는 전기영동적 이동도의 차이특성과 다른 분리적 메커니즘들을 결합하여 '혼합 기법(hybrid
techniques)'으로 이용되고 있다.
(1) 이동 계면 전기영동
이동 계면 전기영동(moving-boundary electrophoresis)은 필요한 전위 경사를 제공하기 위해 관의 양
끝에 위치하는 두 개의 전극과 완충액으로 채워진 U자 관을 사용한다. 시료를 U자 관의 바닥에 넣고
따듯한 공기에 의한 영향을 줄이기 위하여 낮은 온도(4℃)에서 전기영동을 실시한다. 분리된 구성 성분
들은 완충 용액의 간섭 효과와 같은 광학적 성질들, 예를 들면 간섭 효과와 같은 미세한 변화를 검출하
기 위해 사용된다. 이동 계면 전기영동은 분리력이 한정되어 있기 때문에 현재는 소량으로 존재하는 단
백질의 전 단계의 분리와 같은 극히 제한된 부분에 이용된다.
(2) 종이 전기영동
종이는 전기영동에서 가장 최초로 사용된 지지 물질중 하나이며 여러 가지 형태로 이용되어져 왔다. 하
지만 그 작동 원리는 동일하다. 완충액이 흠뻑 젖은 종이위에 점(spot)또는 띠(band)형태로 시료를 얹
고 종이 양단을 더 많은 완충액이 담긴 적절한 용기 내의 전극과 전기적으로 연결시킨다. 성분의 이동
이나 분리는 전기장 영향으로 일어나게 된다. 샌드위치형(sandwitch type)에서 지지 물질로 사용되는
종이는 두 장의 유리판 사이에 끼이도록 되어 있다. 이러한 형태는 발생된 열을 분산시키는 열전도의
양을 제한하며 완충 용액의 기화를 억제한다. 이때 판 사이에 과도한 압력이 걸리지 않도록 주의해야
한다. 그렇지 않으면 종이의 완충액 양이 부위에 따라 달라져서 불균형적인 이동이 일어날 수 있다. 두
번째 형태는 종이를 끈처럼 하여 중앙의 막대에 의해 지지되도록 하는 형태이다. 냉각은 대류와 공기
전도에 의해서만 이루어지므로 종이 맞은편과의 이질성을 야기할 수 있다. 밀폐된 공간에 넣어 수증기
로 재빨리 포화 시켜 기화를 막는 방법도 있다. 이와 비슷한 냉각상의 문제점을 갖는 것으로 수평 기법
(horizontal technique)이 있다. 하지만 완충액의 이동에 따르는 문제점은 수평 형태에서는 감소하게
된다. 마지막으로 종이를 비전도성이며 섞이지 않는 용매인 클로로벤젠이나 액체 파라핀 등에 담그어
사용하는 형태가 있다. 이 때 액체 파라핀을 사용할 경우에는 세심한 주의가 필요하지만 완충액의 증발
에 따른 문제는 완전히 해결(완충액이 끓지 않는 한)되며 섞이지 않는 용매는 효과적인 열 수용기가 될
수 있다.
종이 전기영동시 가하는 전기장은 5∼10V/㎝정도이므로 100∼200V의 전압을 20㎝ 정도의 종이 띠에
인가하여야 한다. 그러나 어떤 경우는 강한 전기장이 야기되도록 높은 전압을 긴 종이에 인가하는 것이
유리할 때도 있다. 이러한 경우 열 효과가 중요시되므로 냉각 과정이 필수적이다. 따라서 샌드위치형
또는 담그는 형태가 주로 사용되고 있다. 샌드위치 형태의 경우 유리판은 수냉식의 절연 처리가 된 철
판을 이용할 수도 있다. 고전압 기법은 단백질의 가수분해 산물인 아미노산이나 펩타이드 분석에 광범
위하게 사용되고 있다. 2차원 종이 전기영동도 가능하며, 이 경우는 각 차원에 서로 다른 pH완충액을
사용하거나 또는 한 방향으로는 종이 크로마토그래피를 사용하고 다른 방향으로는 종이 전기영동을 사
용하는 방법도 있다. 이때 각 구성 성분은 분무 시약으로, 예를 들면 아미노산이나 펩타이드 등은 닌히
드린(ninhydrin)등을 사용하여 가시화시킬 수 있다.
(3) 셀룰로오스-아세테이트 전기영동
셀룰로오스-아세테이트 막(cellulose-acetate membrane)들은 얇은 막 전기영동 기법에서 종이 대신에
지지 물질로 많이 이용되고 있다. 막의 동질성을 향상시킴으로써 분리력을 개선시킬 수 있으며 나아가
감도를 향상시킬 수 있다. 막은 염색을 하기 전에 아세트산에 담그어 전기영동을 함으로써 투명하게 만
들 수 있다. 그러나 시료가 씻겨 나가지 않도록 주의가 요구되며 또한 단백질을 변성시키는 등의 예비
적인 고정(fixing)과정이 요구된다. 셀룰로오스-아세테이트 막은 강하지 않기 때문에 마르면 부서지기
쉽고 젖으면 찢어지기 쉽다. 따라서 얇은 막 액체 크로마토그래피에서와 같이 판에 지지 물질을 부착하
는 얇은 막 기법이 사용된다. 유리나 플라스틱 위에 셀룰로오스를 수평으로 놓고 전극을 담은 용기는
종이 심지에 접하게 만든다.
(4) 막대 겔 전기영동
앞에서 설명한 얇은 전기영동 기법들은 오늘날 겔 기법들로 대체되고 있는데, 이때 지지물질은 막대
(rod)모양으로 형성된 겔을 수직으로 놓인 유리 또는 플라스틱 관에 넣는다. 시료는 겔의 위쪽 부분에
놓고 전기장은 다른 두 개의 용기(reservior)를 통해 인가한다. 여러 가지 형태로 제품화되어 사용되지
만 기본적인 형태는 동일하다. 이상적인 겔 물질은 화학적으로 안정되고 대류 전류를 제거하기 위해 충
분한 점성도를 지녀야 하나 매질과 시료 성분의 상호 작용으로 시료 구성 성분들의 이동이 방해를 받지
않아야 한다. 실제적으로 사용되는 겔은 화학적인 반응을 하므로 여러 기법에서는 시스템의 분리력을
향상시키기 위해 겔의 크로마토그래피 특성들을 이용하고 있다.
1) 전분-겔 전기영동
전분 겔(starch gel)들은 부분적으로 가수분해된 전분(감자)에 열을 가하여 물의 온도를 95℃ 정도 높
이면 혼합물이 겔로 되는데 겔을 튜브에 넣어 전기영동에 사용할 수 있다. 겔의 특성들은 특히 미세 구
멍 크기의 분포는, 전분의 농도 그리고 부분적이 수화 정도 등을 포함하는 많은 요인들에 달려있다. 실
제로 가장 적절한 분리력은 13∼16% 전분을 사용하여 얻을 수 있으며, 이것을 1%(V/V)농도의 염산
을 함유하는 아세톤에 부유시켜 적절히 수화시킨다. 상업적으로 제품화되어 나오는 수화된 전분을 이용
할 수도 있다. 전분 겔은 넓은 범위의 완충액 pH(2∼11)에서 사용 가능하나 가장 좋은 결과를 얻기 위
해 이온 세기가 낮은 즉 0.02M 정도가 적합하다. 전기영동 후 겔을 관으로부터 제거하고 유사한 방법
으로 셀룰로오스-아세테이트 막들을 염색한다. 이때 단백질은 고정되어 있어야 한다. 예를 들면 염색을
하기 전에 20% 설포살리실릭산(sulphosalicylic acid)에 의해 변성시켜 고정한 후 염색을 하거나 염색
과 관련된 변성 용매에 의해 고정하여야 한다. 후자의 경우 대표적인 용액으로는 10%(V/V) 아세트산
이 있는 0.25% Coomassie blue를 메탄올 수용액(1:1, V/V)에 탄 것이 있다. 약 10시간 정도 염색
하며, 과도하게 염색된 경우는 염료가 없는 동일한 용매 혼합물에 겔을 담그어 염료를 제거할 수 있다.
겔을 관에 넣고 보다 농도가 높은 완충액을 사용하여 전기영동을 한다. 이때 단백질은 불용성이므로 움
직이지 않으나 염료는 전하를 띠므로 재빨리 겔에서 이동해 나간다.
전분 겔은 혈장 단백질과 같은 단백질의 분리와 식별에 광범위하게 이용되어 왔으나, 차츰 재현성과 동
질성이 뛰어난 폴리아크릴아마이드(polyacrylamide)로 대치되고 있다.
2) 아가로즈 겔 전기영동
아가로즈(agarose)는 갈락토스(galactose)와 겔리듐 아만시 (Gelidium amansii)의 한천(aga -r)으로
부터 유도된 3,6- 안하이드로칼락토스 단위체들 (anhydrogalactose units)로 구성되는 천연의 다당류
이다. 겔은 전분 겔과 유사한 방법으로 끓는 물에 건조한 중합체를 넣고 상온 에서 식힘으로써 얻어진
다. 전분 겔보다 다공성 구조이며 적절한 강도를 가진다. 아가로즈 겔(agarose gel)에서의 전기영동은
보다 진정한 의미 의 전기영동으로써 하전된 분자들은 전기장의 영향에 의해 이동하나 지지 물질에 의
해 저지되지 않는다. 아가로즈 겔을 이용한 전기영동은 가장 큰 거대 분자와 그 복합체인 바이러스, 효
소 복합체, 지질단 백질(lipoprotein), 핵산(nucleic acid)등의 전기영동에 이용되고 있다.
3) 폴리아크릴아미드 겔(구역) 전기영동
폴리아크릴아미드 겔(polyacrylamide gels)들은 교차 결합 시약으로 작용하는 N,N' methyl -ene bis
acrylamide (bis-acrylamide) 존재하에 아크릴아미드를 중합시켜 만든다. 중합 반응은 암모니움아 황산
염이 물에 녹을 때 형성하는 황산염 자유 라디칼(sulphate free radical)에 의하여 시작된다.
S2O82- → 2SO4-s
시작의 또 다른 방법으로는 아크릴아미드가 대단히 낮은 농도(100g당 1mg)로 첨가된 리보플라빈
(riboflavin) 의 자외선 광 분해법에 의해 형성된 자유 라디칼들을 사용한다. tetra methylethylene
-diamine 등과 같은 작용 물질을 첨가하여 겔 형성률을 촉진시킬 수도 있다. 겔의 세공크기(pore-size)
분포는 사용된 아크릴아미드s의 전체 양과 교차 결합제 와의 비율에 의하여 좌우된다. 실제적으로 가장
작은 세공의 크기는 5% bis acryl- amide로 얻어지며 이때 아크릴아미드 농도는 약 8∼12%이다. 여러
경우에 있어 보다 낮은 농도의 bis acrylamide(2∼3%)가 사용되며 이는 보다 열려있는 겔 구조를 제공
한다.
겔의 통과하는 하전된 분자의 이동도는 식으로 표현되는 전기영동적 이동도와 다공성 지지체를 통과하는
능력에 의하여 결정된다. 만일 하전된 분자가 세공보다 크다면 전기장의 세기에 무관하게 이동은 일어
나지 않는다. 이러한 원리는 분자 크기에 따른 분리의 기초이며 폴리아크릴아미드 겔 전기영동의 분리
력을 향상시킨다. 동일한 효과가 전분 겔에서도 일어나지만 세공의 크기 분포도를 조절하기가 어려워
분자체(molecular sieving)로 이용할 수 없다. 사용하는 기구는 전분 겔을 사용할 때와 같은 구조로 취
한다. 고정과 염색법은 역시 비슷하나, 이 경우 폴리아크릴아미드 겔은 투명하므로 얇은 막 액체 크로
마토그래피(TCL)에서의 반사형 덴시토메터와 유사하게 투과형 덴시토메터를 쉽게 이용할 수 있다.
4) 원판 전기영동
원판 전기영동(disc electrophoresis) 또는 불연속성 전기영동은 이미 기술한 구역 기법(zone
technique)의 개량형이다. 그런데 이러한 이름은 Ornstein과 Davis(1964) 등이 최초로 사용한 방법에
서 이용된 완충 시스템의 불연속성에서 유래되었다, 이 방법에서는 시료를 쌓여있는 겔의 상부에 놓으
면 차츰 분리용 겔 또는 이동 겔로 위치를 옮긴다. 분리용 겔은 동일한 아크릴아미드 농도(약10%)로서
구역 폴리아크릴아미드 겔 전기영동에서와 같은 방법으로 준비되며 단백질 분리 목적으로 pH가 약 8.5
인 트리스(Tris, 완충제의 일종)을 종종 사용한다. 분리용 겔을 설치한 후 그 위에 쌓인(stacking) 겔
(1㎝)을 둔다. 쌓인 겔은 훨씬 낮은 아크릴아미드 농도(2∼3%)로 이루어지므로 보다 넓은 세공 구조
를 갖는다. 시료를 함유하는 나머지 부분의 쌓인 겔 용액은 시료 겔(sample gel)을 형성하기 위해 부어
진다. 전류가 흐르기 시작하면 이온의 복합적인 이동이 발생된다. 상부 용기의 글리신(glycine)은 주로
음이온 형태, 즉 하전된 단백질과 염화물(chloride)의 이온 형태로 존재하며 양극을 향하여 이동한다.
낮은 pH에서 글리신 음이온들이 쌓여 있는 겔로 들어갈 때 글리신 음이온의 상당량이 짝이온
(zwitterionic form)으로 변환되어 순 영전하를 형성하여 이동이 느려진다. 따라서 시료 내와 쌓여 있
는 겔에서의 이동 가능한 이온의 숫자가 감소하고 흐름이 느려진다. 이러한 전도도의 감소는 염화물 이
온과 글리신 이온 사이에 보다 높은 전위 기울기를 제공한다. 단백질의 음이온은 이러한 상황에서 재빨
리 이동하여 염화물 이온들의 뒤에서 좁은 원판 형태를 이룬다. 쌓인 겔은 넓은 세공 구조이므로 단백
질의 이동을 방해하지 않으며 염화물 이온들 주위에 이온의 결핍이 일어나지 않으므로 염화물 이온들의
과다 흡수도 일어나지 않아 전기장은 감소하게 된다. 단백질들이 분리용 겔로 들어가면 그때 단백질들
은 보다 미세한 세공 구조에 의해 저지된다. 따라서 글리신 음이온들은 포획될 것이다. 글리신 음이온
들이 분리용 겔로 들어감에 따라 글리신 음이온들은 전체적으로 다시 하전되며 이온의 결핍이 발생하여
국소적인 높은 전위 경사가 무너지게 된다. 단백질은 앞에서 기술된 구역 전기영동과 유사한 방법으로
일정한 전계 강도에 놓여진다. 이때 사전 농축(pre-concentration)의 결과로 분해력이 향상되는 장점이
있다. 여러 가지 형태의 겔, 시료 쌓인 겔과 분리용 겔 등의 사용은 기술상으로 복잡해지므로 많은 변
화를 성공적으로 수행하였지만 모두 단일 겔 시스템에 기본을 두고 사용된다. 완충 시스템의 불연속적
인 성질은 전극 완충제에 비하여 분리용 겔 내의 완충제 농도를 증가함으로써 유지할 수있다. 시료 겔
은 전기영동 전에 관의 상부에서 확산을 방지하기 위해 점도가 높은 수크로즈(sucrose)나 글리세롤
(glycerol) 등의 매질 내에 시료를 첨가하여 투여할 수 있다.
5) SDS 폴리아크릴아미드 겔 전기영동
겔 내에서 하전된 분자의 이동도는 분자의 크기와 전하에 의해 결정되며 상대적인 분자량이 다르더라도
특정 상황 아래서는 동일한 전기영동적 이동도를 가질 수 있다. 단백질은 완충용액과 반응하여 순전하
나 분자량에 관계없는 응집된 형태로도 전기영동중에 이동할 수 있으므로 상황이 아주 복잡해진다. 이
러한 문제점을 극복하기 위해 사용되는 한 가지 방법은 도데실 황산나트륨(sodium dodecyl sulfate :
SDS)과 같은 음이온으로 된 세제(detergent)를 완충 용액 내에 넣어 사용하는 것이다. SDS는 단백질
내의 소수성 부분에 결합하여 단백질 분자들간의 소수성 부분의 결합 가능성을 억제시킨다. SDS는 또
한 단백질에 많은 음전하를 제공하며, 단백질 내에서의 하전된 기(group)들의 영향을 크게 감소시킨다.
이러한 상황에서는 단백질의 전기영동적 이동도는 상대적 분자량의 대수(log)값에 반비례하는 특성이
생긴다. 정확한 상관 관계는 사용하는 겔의 성질에 좌우되므로 상대적인 분자 질량을 측정하기 위해서
는 이미 상대적인 분자의 질량이 알려진 단백질로 검량을 하지 않으면 안된다.
단백질의 소단위(subunit)들은 때로는 이황화다리(disulphide bridges : cystine)로 결합할 수 있으며,
SDS는 이결합을 깨뜨릴 수 없다. 그러나 전기영동 전에 단백질시료를 머캅토에탄올(mercaptoethanol)
기를 사용하여 결합을 깨뜨리면 소단위들은 자유로워진다. 티올기(thiol group)의 산화로 인해 소단위
들에 재결합하여 이황화 결합이 이루어지는 것을 막기 위해서는 완충액 내의 환경이 환원형으로 유지되
어야 한다. 이러한 조건에서 SDS전기영동은 소단위의 분자 크기를 결정할 수 있는 중요한 기법을 제공
하게 된다. 티올기들의 산화를 방지하는 또 다른 방법은 요오드 초산(iodoacetic acid)을 사용하여 알
킬화(alkylation)시키는 것이다. 이 방법은 만약 소단위들을 분리할 수 있다면 아미노산 분석에 특히 유
용하다.
6) 등전 접속
위에서 설명한 전기영동 기법을 사용하면 하전된 분자는 전기장이 인가되는 한 계속 이동하게 되므로,
구성 성분들이 완충 저장소(reserviors)에 도달하기 전에 이동을 멈추게 하여야 한다. 다른 방법인 등
전 집속(isoelectric focusing : IEF)에서는 하전된 성분(단백질)이 지지 물질 내의 특정 위치에 집속되
는 것을 이용한다. 양성 전해질(ampholytes)의 적절한 혼합물을 전기 분해하여 양극과 음극 사이의지
지 물질에 pH 기울기를 이룰 수 있다. 가장 많이 사용되는 재료는 상대 분자 질량이 300 ∼ 600인 폴
리아미노-폴리카르복실릭산(polyamino-polycarboxylic acid)이다. 전기 분해의 결과로 양극은 산성이
되고 음극은 염기성이 되어, 전극 양단 사이에 pH기울기가 생긴다. 이러한 시스템에 시료를 놓게 되면
단백질은 순전하가 없는 pH, 즉 pI가 같은 기울기 내의 어떤 지점으로 이동할 것이다. 만약 단백질이
이 지점을 벗어나게 되면, 단백질은 하전될 것이며 다시 영전하를 가지는 지점(즉 매우 접은 띠 내로
집속)으로 돌아오기 위해 양극 또는 음극을 향하여 이동하게 된다. 시스템의 분해력은 요구되는 단백질
의 pI와 분리하고자 하는 단백질의 pI사이의 최소 편차로써 표시하며, pH 기울기의 정도에 의존한다.
예비 분석을 할 때는 넓은 영역의 경사(분해력이 낮음)를 이용하고, 보다 정밀한 분석을 할 때는 좁은
pH 범위를 사용한다. IEF에 있어 대류 전류를 억제하기 위한 지지 물질은 농축된 자당(sucrose)용액이
다. 그러나, 최근에는 폴리아크릴아미드 또는 아가로즈 겔을 주로 사용하고 있다. 집속시킨 후 겔을 염
색하고 그리고 또 다른 겔 기법은 이용하여 정량화한다. 원래의 IEF는 대부분의 다른 전기영동 기법과
마찬가지로 짧은 관의 겔(막대)에서 수행되었으나 평판(slab) 또는 얇은 막 형태가 점차 널리 사용되고
있다.
(5) 평판 겔 전기영동
막대형 전기영동 기법을 개선하여 단일지지 물질 내에서 동시에 여러 시료와 표준 물질을 분석할 수 있
는 기법으로 발전한 것이 평판(slab) 기법이다. 주된 장점은 전기영동적 이동의 재현성이 높다는 것이
며, 이로 인해 모든 시료들과 표준 물질들이 같은 환경에서 정확히 실험되어질 때 물질의 동정과 정량
화가 수월하다. 가장 보편적인 겔 물질은 폴리아크릴아미드이며, 아가로즈도 널리 사용되는 편이다. 10
㎝ × 10㎝보다 더 큰 겔은 거의 사용되지 않지만 평판은 편리한 크기로 주형을 뜰 수 있다. 평판은 주
로 1∼3㎜두께이며 때로는 극도로 얇은 겔(0.1∼0.25㎜)을 사용할 때도 있다. 전기영동 중 발생하는
열을 제거하는 방법이 개선되었고 시료를 겔 내의 매우 좁은(0.1㎜ 또는 그 이하) 고랑(though)에 넣
음으로써 보다 균일한 시료 구역을 만들 수 있게 되었다. 전기영동은 수직 혹은 수평위치로 겔을 유지
시키며 수행할 수 있다. 전형적인 배열은 수평형이다. 몇몇 사용자들은 다량의 시료를 분석하기 위한
목적으로 겔 내에 기울기가 발생되기 쉽도록 수직 방향의 겔을 선호하기도 한다.
일반적인 전기영동, SDS 전기영동, IEF등은 평판 겔을 사용하여 쉽게 수행할 수 있다. 평판 전기영동
을 보다 폭 넓게 사용하는 더 나은 기법은 겔 경사도(gradient gel)를 사용하는 것이다. 이 겔 경사도
는 이동 방향으로 폴리아크릴아미드의 농도가 점차 높아지는 반면 세공의 크기는 점차 작아지도록 되어
있다. 전기장의 영향으로 시료가 이동할 때, 큰 분자들은 천천히 아래로 내려가다가 결국 분자 크기보
다 작은 세공에 이르러 정지하게 된다. 처음으로 이동이 중지된 띠의 선단부에서 이동하고 있는 분지들
이 '포획(catch up)'되므로 매우 좁은 띠를 형성하게 된다. 보다 작은 분자는 겔을 통과하여 더 멀리
이동되며 역시 적절한 세공의 크기에 도달할 때까지 이동하게 된다. 겔 경사도 전기영동은 단백질 분리
에 있어 가장 높은 분리력을 가지는 방법으로써 인체 혈장을 43개의 띠로서 분리할 수 있다.
얇은 막 형태의 전기영동은 또한 2차원 전기영동 수행 시 이용될 수 있다. 첫단계로 실시하는 전기영동
은 주로 막대에서 수행되며 종종 IEF라 한다. 막대를 겔의 평판 위에 놓고 최초의 이동방향에 수직 방
향으로 전기영동을 수행한다. 이때 막대 위에서 분리된 구성 성분들은 두 번째 단계에서 시료로 작용한
다. 상보적(complementary)인 분리 기법으로 IEF후에 SDS를 사용하여 분리력을 향상시킬 수 있다. 2
차원 전기영동은 효소로 단백질을 분해한 후 매우 섬세한 단백질/펩타이드 도표(maps)를 작성하는데
이용될 수 있다.
전기영동 후 겔의 고정과 염색은 비록 추가되는 기법이 있으나 대체로 막대 겔에서와 유사한 방법으로
수행된다. 특히 은 염색은 단백질과 핵산의 검출에 있어 대단히 감도가 높다. 하지만 이 기법은 막대
겔이나 아가로즈 겔에는 적합하지 않다. 겔을 염색하기 위해 시도되는 다른 방법은 분리된 성분들을 종
이 필터나 특수 처리된 막에 '얼룩지게(blotting)'하여 분리하는 방법이 있다. 이렇게 분리된 구성 성
분들은 염색 또는 면역 화학적 기법에 의해 겔의 매질로부터 간섭 없이 보다 간단하게 검출할 수 있다.
(6) 면역 전기영동
어떤 분리기법의 분리력은 만약 검출 또는 가시화의 어떤 특이한 형태로 병합된다면 크게 개선될 수 있
으며 그 일례가 면역 전기영동(immunoelectrophoresis) 법이다. 한천 겔(agar gel)의 얇은 층을 유리
판에 부착시키고 시료를 전기영동 시킨다. 겔을 염색시키지 않고 시료 이동의 방향에 평행하게 잘라 좁
은 고랑을 낸다. 고랑에 분석하고자 하는 화합물들에 관계하는 항혈청(antiserum)을 채운다. 그 후 겔
을 습기가 있는 대기 중에 세워두어서 항원과 항체 단백질이 확산되어 면역 침전물을 형성하게 된다.
이 경우 염색을 하지 않아도 쉽게 눈으로 확인이 가능하다.
또 다른 방법으로는 전기영동 후 분리된 항원을 함유하는 한천 겔을 어떤 줄무늬 형태로 잘라 내어 항
체를 함유하는 한천의 두 번째 평판에 놓고, 원래 방향에 90°되게 전기영동을 실시하면 항원은 항체가
있는 방향으로 이동하여 면역 침전물을 형성하게 된다. 이것을 적절히 염색하면 명확하게 구분할 수 있
다. 이때 형성된 봉우리의 특징적인 모양 때문에 이 기법을 'rocket 전기영동'이라고 부르고 있다. 이
러한 방법은 인체 혈청 단백질의 연구에 광범위하게 사용되고 있다.
4. 아이소타코포레시스
아이소타코포레시스(Isotachophoresis)는 전해질 내에 대류성 전류를 제거하기 위한 지지 물질이 없다
는 점에서 다른 전기영동 기법과 약간 다르다. 대신에 모세관 내에서 분리가 수행됨에 따라 확산은 줄
어든다. 더구나 시료 구역들을 통과하는 완충이온들의 전기영동적 이동에 의해 야기되는 희석 효과들은
서로 아주 다른 두 완충 이온들을 사용함으로써 제거된다. 앞부분의 완충액은 시료 이온보다 더 빨리
움직이는 이온을 함유하며, 반면에 뒷부분의 완충액은 시료 이온보다 더 느리게 움직이는 이온을 함유
하여, 완충 이온에 의한 시료 이온의 교란은 나타나지 않게 된다. 각 구역들은 자외선 흡수 또는 시료
구역들 시스템을 통과할 때 전기장 내에 생기는 국부적 변화를 감응하는 전위 경사 (potential
gradient)검출기로 검출된다.
이러한 기법은 작은 유기이온과 무기이온들, 예를 들면 폐수 내의 무기물들(NO3-, SO42-)또는 아미노
산들, 포도주, 과일주스, 생리학적 시료내의 유기산들에 광범위하게 적용될 수 있다.
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